颈静脉插管是一种重要的动物实验方法, 已被广泛应用于动物实验长期静脉给药、采血等研究, 如静脉压测量^[1]、药物代谢动力学^[2]、葡萄糖钳夹实验^[3]等动物实验。小鼠具有体积小、价格较低、操作方便快捷等优势, 是最为常见的实验动物。目前国内在家兔、大鼠等实验动物中的颈静脉插管方法已有较多研究^[4], 而小鼠体积较小, 颈静脉极细, 导致插管难度大, 关于小鼠颈静脉插管方法的报道较少。因此, 改进并推广小鼠颈静脉插管方法将为科研人员带来极大的便利。本研究详述了小鼠颈外静脉插管的方法、操作步骤及注意事项, 为小鼠动物实验提供一种方便有效的静脉给药、采血途径。

8周龄C57BL/6小鼠30只, 雌雄各半, 体重20~25g, 购于南京医科大学实验动物中心, 按照标准操作规程饲养于SPF级动物房中。所有动物实验经南京医科大学实验动物伦理委员会批准。硅胶管 (内径0.51mm, 外径0.91mm;内径0.31mm, 外径0.64mm) , 标准眼科手术器械, 维纳斯剪, 精细镊, 显微解剖镜, 棉签, 结扎线, 缝合线, 肝素帽, 5%水合氯醛, 150U/ml肝素钠注射液, 75%乙醇, 碘伏消毒液。

内径0.31mm、外径0.64mm的硅胶管剪下长约6cm的一段, 一端作为插管口, 并将管口剪出约呈45度的楔形面。角度不可过小, 防止管口过于尖锐导致插管过程中刺破血管壁。内径0.51mm、外径0.91mm的硅胶管剪下长约1mm的一小段作为嵌套管。将嵌套管套在内径0.31mm、外径0.64mm的硅胶管楔形口1cm处 (图1) , 置于75%乙醇中消毒备用。术前用1ml的注射器吸取150U/ml肝素钠注射液0.5ml, 将针头插入导管缓慢推动活塞, 使导管充满肝素钠注射液, 将导管末端用肝素帽封闭。

C57BL/6小鼠腹腔注射0.1ml/10g体重的5%水合氯醛溶液麻醉, 电动剃毛器剃去小鼠右侧颈部皮肤表面及背部耳后皮肤表面的毛发, 使用75%乙醇及碘伏消毒液常规备皮消毒。以仰卧位将小鼠四肢用胶布固定于小鼠手术台上。所有手术器械置于75%乙醇中消毒, 将小鼠右侧颈部调整至显微解剖镜视野中央并放大合适的倍数。在小鼠锁骨上方, 使用眼科剪在颈前正中线右侧1cm处作一长约1cm的纵切口 (见封二图2A) 。使用眼科镊小心分离脂肪并游离颈外静脉, 长度约为1cm, 自颈横静脉与肩胛上静脉汇入点之间下方穿双股线 (见封二图2B) 。结扎远心端, 近心端留一活结用于固定导管。用维纳斯剪紧邻远心端静脉结扎点开V形口, 长度不得大于颈静脉直径。在镜下将导管自开口插入颈外静脉, 深度约1cm, 直至嵌套管。确定导管进入静脉后, 将远心端结扎线在嵌套管后方再次结扎固定, 近心端所留活结拉紧固定, 以防导管滑出 (见封二图2C) 。插管完毕后, 翻转小鼠, 于颈背部正中备皮处作长约0.5cm的纵切口, 使用眼科镊自颈前切口与背部切口之间打通皮下隧道, 将静脉管游离端经皮下隧道从背部开口穿出, 剪短导管至1cm, 并重新用肝素帽封闭 (见封二图2D) 。缝合手术切口, 再次备皮消毒。将小鼠侧卧放回笼具中单笼饲养。

小鼠术后应单笼饲养, 防止互相撕咬导管。术后肌肉注射青霉素20 000U/kg抗感染。监测体重、饮食、饮水等指标, 5d后即可开展后续实验。硅胶管作为外源物质可诱发生理性凝血, 小鼠颈静脉较细, 导管堵塞是较为常见的插管模型失败原因。术后恢复期每天应检查导管通畅程度, 具体操作步骤如下:取下静脉导管末端肝素帽, 连接装有150U/ml肝素钠注射液的注射器, 缓慢拉动活塞, 回血表明导管通畅。若拉动活塞具有明显阻力, 可缓慢推动活塞, 清除管口处的血凝块。给药或采血时, 应先连接注射器吸出导管中保留的肝素钠, 再更换注射器进行操作, 最后再注入肝素钠0.1ml维持导管通畅。

正常小鼠颈外静脉位置表浅, 走行于颈部浅筋膜中, 是颈部静脉插管的常用血管。上颌静脉与颞浅静脉在咬肌下缘汇合成下颌后静脉, 下行过程中接纳耳后静脉回流至颈外静脉。颈外静脉沿胸乳突肌表面下行, 下行过程中收纳面前静脉回流, 在与胸乳突肌下缘交界处依次收纳颈横静脉和肩胛上静脉回流, 于胸乳突肌下端深面收纳颈前静脉。在胸锁关节后方, 颈外静脉与锁骨下静脉汇合成头臂静脉。插管位置应选择颈横静脉与肩胛上静脉汇入点之间。 (图3)

本研究30只小鼠中有1只因插管时间较长, 出血过多死亡, 其余均存活, 存活率为96.7%。术后7、14、21、28d检查导管通畅率分别为96.6%、93.1%、86.2%、86.2%。

家兔、大鼠等体型较大的啮齿类实验动物颈静脉插管模型在国内已多有报道。汤海涛等^[5]利用玻璃分针阻断远端颈外静脉回流, 进行血管壁穿刺插管。李学林等^[6]报道了改进的颈静脉导管固定方法。由于大鼠体型大, 颈静脉较粗, 可以应用引导管等方式辅助插管, 降低插管难度^[7]。但小鼠体型较小, 颈外静脉细, 插管难度大, 目前国内关于小鼠颈静脉插管的报道较为罕见, 仅有刘建雷等^[8]、付真真^[9]在小鼠葡萄糖钳夹术中报道了利用小鼠颈静脉插管静脉持续灌注葡萄糖, 从而测定胰岛素敏感性。包括葡萄糖钳夹实验在内, 小鼠颈静脉插管方法在国外也有报道^[10]。本研究在已有报道的基础上详述了小鼠颈静脉插管步骤, 并对小鼠颈外静脉插管方法做出一定的改进, 将插管位置精确至肩胛上静脉与颈横静脉汇入点之间, 提供了详细的解剖示意图, 降低了插管难度, 提高插管成功率。

本研究发现, 小鼠右侧颈外静脉注入右头臂静脉, 与上腔静脉约呈一直线, 导管容易进入。相比于右侧, 左侧颈外静脉与上腔静脉形成的角度过大, 不利于导管进入, 因此应选择右侧颈外静脉插管。颈外静脉游离过程中应尽量减少出血, 以防影响视野。此外, 在肥胖或年龄较大的小鼠中, 还应注意分离与血管粘连的脂肪结缔组织。结扎血管后, 由于静脉回流被阻断, 游离的颈外静脉不如先前清晰易辨认。因此, 若脂肪分离不彻底, 将会对插管带来一定的干扰作用。

插管位置选择颈横静脉与肩胛上静脉汇入点之间最佳。若选择在最佳位置远心端, 颈外静脉不如最佳位置粗大, 给插管带来了一定的难度。若选择在最佳位置近心端, 颈外静脉游离插管长度不够, 不便于操作。结扎固定静脉导管时, 应注意以嵌套管长度作为标志, 以免插入过深, 损伤心脏。小鼠背部的游离管不宜长于1cm, 防止小鼠清醒后咬断。由于小鼠体型小、静脉细, 给操作带来了一定的难度, 操作者应勤加练习, 提高插管成功率。此外, 同样由于小鼠静脉较细, 导管堵塞率较高, 是小鼠颈静脉插管模型失败的另一重要原因。按照本研究提供的方法, 不给药时每天以肝素钠冲洗维护导管, 28d后通畅率仍达到85%以上, 能够满足长期静脉给药需求。